Цитомный анализ: современный универсальный инструмент медико-биологических и эколого-гигиенических исследований (обзор литературы). Часть 2

Во второй части обзора приведены примеры использования цитомного анализа как на лимфоцитах периферической крови, так и на эпителиоцитах человека при изучении профессиональных рисков, а также воздействия на геном таких вредных привычек, как употребление алкоголя и табака. Большое внимание уделено применению цитомного анализа в эколого-гигиенических исследованиях при изучении влияния на население как природных, так и антропогенных, особенно производственных, факторов. Подробно изложен метод цитомного анализа на первичной культуре лимфоцитов периферической крови человека в условиях цитокинетического блока (CBMN-cyt тест) в его современном состоянии, а также кратко отражена история его развития. Разобран также метод цитомного анализа на буккальных эпителиоцитах человека (BMN-cyt). В обзоре приведены микрофотографии нарушений клетки, являющихся показателями этих тестов. При подборе литературы использованы базы данных PubMed, Web of Science, ResearchGate, Scopus, eLibrary.

Участие авторов:
Кривцова Е.К. — поиск источников литературы, анализ и интерпретация данных литературы, написание текста;
Ингель Ф.И. — концепция и дизайн исследования, поиск источников литературы;
Ахальцева Л.В. — поиск источников литературы, анализ и интерпретация данных литературы.
Все соавторы — утверждение окончательного варианта статьи, ответственность за целостность всех частей статьи.

Конфликт интересов. Авторы декларируют отсутствие явных и потенциальных конфликтов интересов в связи с публикацией данной статьи.

Финансирование. Исследование не имело спонсорской поддержки.

Поступила: 27.04.2021 / Принята к печати: 28.09.2021 / Опубликована: 30.11.2021

1. Lewinska D., Stepnik M., Krajewski W., Arkusz J., Stanczyk M., Wronska-Nofer T. Increased incidence of micronuclei assessed with the micronucleus assay and the Fluorescence in Situ Hybridization (FISH) technique in peripheral blood lymphocytes of nurses exposed to nitrous oxide. Mutat. Res. 2005; 581(102): 1-9. https://doi.org/10.1016/j.mrgentox.2004.10.018

2. Cavallo D., Ursini C.L., Omodeo-Sale E., Iavicoli S. Micronucleus induction and FISH analysis in buccal cells and lymphocytes of nurses administering antineoplastic drugs. Mutat. Res. 2007; 628(1): 11-8. https://doi.org/10.1016/j.mrgentox.2006.10.014

3. Kopjar N., Garaj-Vrhovac V., Kasuba V., Rozgaj R., Ramic S., Pavlica V., et al. Assessment of genotoxic risks in Croatian health care workers occupationally exposed to cytotoxic drugs: A multi-biomarker approach. Int. J. Hyg. Environ. Health. 2009; 212(4): 414-31. https://doi.org/10.1016/j.ijheh.2008.10.001

4. Andreassi M.G. The biological effects of diagnostic cardiac imaging on chronically exposed physicians: the importance of being non-ionizing. Cardiovasc. Ultrasound. 2004; 2: 25. https://doi.org/10.1186/1476-7120-2-25

5. Sahin A., Tatar A., Oztas S., Seven B., Varoglu E., Yesilyurt A., et al. Evaluation of the genotoxic effects of chronic low-dose ionizing radiation exposure on nuclear medicine workers. Nucl. Med. Biol. 2009; 36(5): 575-8. https://doi.org/10.1016/j.nucmedbio.2009.02.003

6. Rohr P., da Silva J., da Silva F.R., Sarmento M., Porto C., Debastiani R., et al. Evaluation of genetic damage in open-cast coal mine workers using the buccal micronucleus cytome assay. Environ. Mol. Mutagen. 2013; 54(1): 65-71. https://doi.org/10.1002/em.21744

7. Bruschweiler E.D., Hopf N.B., Wild P., Huynh C.K., Fenech M., Thomas P., et al. Workers exposed to wood dust have an increased micronucleus frequency in nasal and buccal cells: results from a pilot study. Mutagenesis. 2014; 29(3): 201-7. https://doi.org/10.1093/mutage/geu003

8. Krishna L., Sampson U., Annamala P.T., Unni K.M., Binukumar B., George A., et al. Genomic instability in exfoliated buccal cells among cement warehouse workers. J. Occup. Environ. Med. 2020; 11(1): 33-40. https://doi.org/10.15171/ijoem.2020.1744

9. Cobanoglu H., Coskun M., Coskun M., Cayir A. Results of buccal micronucleus cytome assay in pesticide-exposed and non-exposed group. Environ. Sci. Pollut. Res. Int. 2019; 26(19): 19676-83. https://doi.org/10.1007/s11356-019-05249-0

10. Wultsch G., Nersesyan A., Kundi M., Jakse R., Beham A., Wagner K-H., et al. The sensitivity of biomarkers for genotoxicity and acute cytotoxicity in nasal and buccal cells of welders. Int. J. Hyg. Environ. Health. 2014; 217(4-5): 492-8. https://doi.org/10.1016/j.ijheh.2013.09.005

11. Brina K.R., Carvalho T.S., Ardenghi P.G., da Silva L.B. Micronuclei and other nuclear anomalies in exfoliated buccal cells of urban solid waste collectors and recyclers in southern Brasil. Chemosphere. 2018; 193: 1058-62. https://doi.org/10.1016/j.chemosphere.2017.11.119

12. Dash K.C., Nishat R., Kumar H., Mishra S., Raghuvanshi M., Bajoria A. Comparative study of micronuclei count in patients with different tobacco-related habits using exfoliated buccal epithelial cells: a tool for assessment of genotoxicity. J. Contemp. Dent. Pract. 2018; 19(9): 1076-81.

13. Gopal K.S., Padma M. Evaluation of cytogenic damage in the form of micronuclei in oral exfoliated buccal cells in tobacco users. Indian J. Dent. Res. 2018; 29(6): 773-80. https://doi.org/10.4103/ijdr.IJDR_218_17

14. Nefic H., Handzic I. The effect of age, sex, and lifestyle factors on micronucleus frequency in peripheral blood lymphocytes of the Bosnian population. Mutat Res. 2013; 753(1): 1-11. https://doi.org/10.1016/j.mrgentox.2013.03.001

15. Haveric A., Haveric S., Ibrulj S. Micronuclei frequencies in peripheral blood and buccal exfoliated cells of young smokers and non-smokers. Toxicol. Mech. Methods. 2010; 20(5): 260-6. https://doi.org/10.3109/15376516.2010.482962

16. Sordo M., Maciel-Ruiz J.A., Salazar A.M., Robles-Morales R., Veloz-Martinez M.G., Pacheco-Limon J.H., et al. Particulate matter-associated micronuclei frequencies in maternal and cord blood lymphocytes. Environ. Mol. Mutagen. 2019; 60(5): 421-7. https://doi.org/10.1002/em.22275

17. Navasumrit P., Chaisatra K., Promvijit J., Parnlob V., Waraprasit S., Chompoobut C., et al. Exposure to arsenic in utero is associated with various types of DNA damage and micronuclei in newborns: a birth cohort study. Environ. Health. 2019; 18(1): 51. https://doi.org/10.1186/s12940-019-0481-7

18. Marcon A.E., Navoni J.A., de Oliveira Galvao M.F., Garcia A.C.F.S., do Amaral V.C., Petta R.A., et al. Mutagenic potential assessment associated with human exposure to natural radioactivity. Chemosphere. 2017; 167: 36-43. https://doi.org/10.1016/j.chemosphere.2016.09.136

19. Espitia-Perez L., da Silva J., Espitia-Perez P., Brango H., Salcedo-Arteaga S., Hoyos-Giraldo L.S., et al. Cytogenetic instability in populations with residential proximity to open-pit coal mine in Northern Colombia in relation to PM 10 and PM 2.5 levels. Ecotoxicol. Environ. Saf. 2018; 148: 453-66. https://doi.org/10.1016/j.ecoenv.2017.10.044

20. Kapka L., Baumgartner A., Siwinska E., Knudsen L.E., Anderson D., Mielzynska D. Environmental lead exposure increases micronuclei in children. Mutagenesis. 2007; 22(3): 201-7. https://doi.org/10.1093/mutage/gem004

21. Волкова А.Т., Целоусова О.С., Потапова И.А. Цитогенетический мониторинг риска воздействия окружающей среды на здоровье жителей Республики Башкортостан. Анализ риска здоровью. 2014; (3): 56-60. https://doi.org/10.21668/health.risk/2014.3.07

22. Ладнова Г.Г., Истомин А.В., Курочицкая М.Г., Силютина В.В. Цитогенетические показатели буккального эпителия школьников, проживающих на территориях с разным уровнем загрязнения атмосферного воздуха. Гигиена и санитария. 2016; 95(5): 428-31. https://doi.org/10.18821/0016-9900-2016-95-5-428-431

23. Бяхова М.М., Сычева Л.П., Журков В.С., Гельштейн В.С., Сухарева И.В., Шишкина Л.И. и соавт. Кариологические и иммунологические показатели у детей в условиях различного загрязнения атмосферного воздуха. Гигиена и санитария. 2010; 89(3): 9-11.

24. Сычева Л.П., Можаева Т.Е., Умнова Н.В., Жученко Н.A., Зиеп B.Х., Тует Х.А. Цитогенетические и другие кариологические показатели в эксфолиативных буккальных клетках у вьетнамских детей из района применения диоксинсодержащих гербицидов. Вестник Российской академии медицинских наук. 2008; (1): 19-23.

25. Джамбетова П.М., Молочаева Л.Г., Махтиева А.Б., Сычева Л.П. Оценка влияния загрязнения почв нефтепродуктами на цитогенетический статус и показатели апоптоза в клетках буккального эпителия у детей. Экологическая генетика. 2009; 7(4): 34-40. https://doi.org/10.17816/ecogen7434-40

26. Linhares D.P.S., Garcia P.V., Silva C., Barroso J., Kazachkova N., Pereira R., et al. DNA damage in oral epithelial cells of individuals chronically exposed to indoor radon (222 Rn) in a hydrothermal area. Environ. Geochem. Health. 2018; 40(5): 1713-24. https://doi.org/10.1007/s10653-016-9893-2

27. Мейер А.В., Дружинин В.Г., Ларионов А.В., Толочко Т.А. Генотоксические и цитотоксические эффекты в буккальных эпителиоцитах детей, проживающих в экологически различающихся районах Кузбасса. Цитология. 2010; 52(4): 305-10

28. Villarini M., Levorato S., Salvatori T., Ceretti E., Bonetta S., Carducci A., et al. Buccal micronucleus cytome assay in primary school children: A descriptive analysis of the MAPEC_LIFE multicenter cohort study. Int. J. Hyg. Environ. Health. 2018; 221(6): 883-92. https://doi.org/10.1016/j.ijheh.2018.05.014

29. Юрченко В.В., Ингель Ф.И., Юрцева Н.А., Кривцова Е.К., Ахальцева Л.В. Эффекты нестабильности генома в лимфоцитах и эпителиоцитах щеки детей в городе с целлюлозно-бумажным производством. Гигиена и санитария. 2019; 98(12): 1392-401. https://doi.org/10.18821/0016-9900-2019-98-12-1392-1401

30. Ингель Ф.И., Легостаева Т.Б., Антипанова Н.А., Кривцова Е.К., Юрцева Н.А. Система выявления потенциально канцерогенных соединений, приоритетных для гигиенической регламентации в атмосферном воздухе. Гигиена и санитария. 2012; 91(6): 33-6.

31. Migliore L., Coppede F., Fenech M., Thomas P. Association of micronucleus frequency with neurodegenerative diseases. Mutagenesis. 2011; 26(1): 85-92. https://doi.org/10.1093/mutage/geq067

32. Porciello G., Scarpato R., Ferri C., Storino F., Cagetti F., Morozzi G., et al. Spontaneous chromosome damage (micronuclei) in systemic sclerosis and Raynaud’s phenomenon. J. Rheumatol. 2003; 30(6): 1244-7.

33. Salimi M., Broumand B., Mozdarani H. Association of elevated frequency of micronuclei in peripheral blood lymphocytes of type 2 diabetes patients with nephropathy complications. Mutagenesis. 2016; 31(6): 627-33. https://doi.org/10.1093/mutage/gew029

34. Countryman I.P., Heddle A.J. The production of micronuclei from chromosome aberrations in irradiated cultures of human lymphocytes. Mutat. Res. 1976; 41(2-3): 321-31. https://doi.org/10.1016/0027-5107(76)90105-6

35. Holland N., Dave V., Venkat S., Wong H., Donde A., Balmes J.R., et al. Ozone inhalation leads to a dose-dependent increase of cytogenetic damage in human lymphocytes. Environ. Mol. Mutagen. 2015; 56(4): 378-87. https://doi.org/10.1002/em.21921

36. Юрченко В.В. Цитогенетические нарушения в эпителии щеки человека при экспозиции генотоксикантами. Токсикологический вестник. 2005; 6: 14-21.

37. Сычева Л.П., Шереметьева С.М. Микроядерный тест на клетках уротелиального эпителия. В кн.: Полиорганный микроядерный тест в эколого-гигиенических исследованиях. М.; 2007: 277-86.

38. Gandhi G., Kaur B. Elevated friquency of micronuclei in uterine smears of cervix cancer patients. Caryologia. 2003; 56(2): 217-22. https://doi.org/10.1080/00087114.2003.10589328

39. Коваленко М.А., Сычева Л.П. Микроядерный тест на клетках назального эпителия. В кн.: Полиорганный микроядерный тест в эколого-гигиенических исследованиях. М.; 2007: 268-76

40. Ye C.Y., Sharpe Z., Alemara S., Mackenzie S., Liu G., Abdallah B., et al. Micronuclei and genome chaos: changing the system inheritance. Genes. 2019; 10(5): 366-87. https://doi.org/10.3390/genes10050366

41. Ингель Ф.И. Микроядерный метод на лимфоцитах периферической крови человека. В кн.: Полиорганный микроядерный тест в эколого-гигиенических исследованиях. М.; 2007: 168-219

42. Fenech M., Morley A. Solutions to the kinetic problem in the micronucleus assay. Cytobios. 1985; 43(172-3): 233-46.

43. Fenech M. A mathematical model of the in vitro micronucleus assay predicts false negative results if micronuclei are not specifically scored in binucleated cells or in cells that have completed one nuclear division. Mutagenesis. 2000; 15(4): 329-36. https://doi.org/10.1093/mutage/15.4.329

44. Haaf T., Raderschall E., Reddy G., Ward D.C., Radding C.M., Golub E.I. Sequestration of mammalian Rad51-recombination protein into micronuclei. J. Cell Biol. 1999; 144(1): 11-20. https://doi.org/10.1083/jcb.144.1.11

45. Shimizu N., Itoh N., Utiyama H., Wahl G.M. Selective entrapment of extrachromosomally amplified DNA by nuclear budding and micronucleation during S phase. J. Cell Biol. 1998; 140(6): 1307-20. https://doi.org/10.1083/jcb.140.6.1307

46. Kirch-Volders M., Fenech M. Inclusion of micronuclei in non-divided mononuclear lymphocytes and necrosis/apoptosis may provide a more comprehensive cytokinesis block micronucleus assay for biomonitoring purposes. Mutagenesis. 2001; 16(1): 51-8. https://doi.org/10.1093/mutage/16.1.51

47. Fenech M. Cytokinesis-block micronucleus cytome assay. Nat. Protoc. 2007; 2(5): 1084-104. https://doi.org/10.1038/nprot.2007.77

48. Stavropoulou V., Xie J., Henriksson M., Tomkinson B., Imreh S., Masucci M.G. Mitotic infidelity and centrosome duplication errors in cells overexpressing tripeptidyl-peptidase. Cancer Res. 2005; 65(4): 1361-8. https://doi.org/10.1158/0008-5472.CAN-04-2085

49. Eastmond D.A., Tucker J.D. Identification of aneuploidy-inducing agents using cytokinesis-blocked human lymphocytes and an antikinetochore antibody. Environ. Mol. Mutagen. 1989; 13(1): 34-43. https://doi.org/10.1002/em.2850130104

50. Fenech M. Cytokinesis-block micronucleus assay evolves into a “cytome” assay of chromosomal instability, mitotic dysfunction and cell death. Mutat. Res. 2006; 600(1-2): 58-66. https://doi.org/10.1016/j.mrfmmm.2006.05.028

51. Fenech M., Bonassi S., Turner J., Lando C., Ceppi M., Chang W.P., et al. Human MicroNucleus project Intra- and inter-laboratory variation in the scoring of micronuclei and nucleoplasmic bridges in binucleated human lymphocytes. Results of an international slide-scoring exercise by the HUMN project. Mutat. Res. 2003; 534(1-2): 45-64. https://doi.org/10.1016/s1383-5718(02)00248-6

52. Fenech M., Chang W.P., Kirsch-Volders M., Holland N., Bonassi S., Zeiger E., et al. HUMN project: detailed description of of the scoring criteria for the cytokinesis-block micronucleus assay using isolated human lymphocyte cultures. Mutat. Res. 2003; 534(1-2): 65-75. https://doi.org/10.1016/s1383-5718(02)00249-8

53. Koss L.G. Diagnostic Cytology and its Histopathologic Bases. Volume 1, 2. Philadelphia-Toronto; 1979.

54. El-Zein R.A., Abdel-Rahman S., Santee K.J., Yu R., Shete S. Identification of small and non-small cell lung cancer markers in peripheral blood using cytokinesis-blocked micronucleus and spectral karyotyping assays. Cytogenet. Genome Res. 2017; 152(3): 122-31. https://doi.org/10.1159/000479809

55. Ингель Ф.И., Кривцова Е.К., Юрцева Н.А., Антипанова Н.А., Легостаева Т.Б. Нестабильность и чувствительность генома здоровых детей в Магнитогорске. Гигиена и санитария. 2013; 92(3): 20-7

56. Martelli A., Robbiano L., Cosso M., Perrone C., Tagliazucchi A., Giuliano L., et al. Comparison of micronuclei frequencies in mono-, bi- and poly-nucleated lymphocytes from subjects of a residential suburb and subjects living near a metallurgical plant. Mutat. Res. 2000; 470(2): 211-9. https://doi.org/10.1016/s1383-5718(00)00108-x

57. Bonassi S., Fenech M., Lando C., Lin Y., Ceppi M., Chang W.P., et al. HUman MicroNucleus project: international database comparison for results with the cytokinesis-block micronucleus assay in human lymphocytes: 1. Effect of laboratory protocol, scoring criteria, and host factors on the frequency of micronuclei. Environ. Mol. Mutagen. 2001; 37(1): 31-45.

58. Bolognesi C., Knasmueller S., Nersesyan A., Roggieri P., Ceppi M., Bruzzone M., et al. Inter-laboratory consistency and variability in the buccal micronucleus cytome assay depends on biomarker scored and laboratory experience: Results from the HUMNxl international inter-laboratory scoring exercise. Mutagenesis. 2017; 32(2): 257-66. https://doi.org/10.1093/mutage/gew047

59. Bolognesi C., Knasmueller S., Nersesyan A., Thomas P., Fenech M. The HUMNx1 scoring criteria for different cell types and nuclear anomalies in the buccal micronucleus cytome assay - An update and expanded photogallery. Mutat. Res. 2013; 753(2): 100-13. https://doi.org/10.1016/j.mrrev.2013.07.002

60. Fenech M., Holland N., Zeiger E., Chang W.P., Burgaz S., Thomas Ph., et al. The HUMN and HUMNxL international collaboration projects on human micronucleus assays in lymphocytes and buccal cells - past, present and future. Mutagenesis. 2011; 26(1): 239-45. https://doi.org/10.1093/mutage/geq051