Изменения сократительной способности миокарда крыс, связанные с субхронической свинцовой интоксикацией

Введение. Высокая вероятность связи развития сердечно-сосудистых заболеваний и профессиональной или экологически обусловленной свинцовой экспозиции, а также широкое распространение этого металла и особенности его интоксикации делают необходимым проведение экспериментальных исследований кардиотоксичности свинца.

Материал и методы. После повторных внутрибрюшинных введений сублетальных доз ацетата свинца по 3 раза в неделю в течение 5 нед аутбредным самцам крыс сформировалась умеренно выраженная субхроническая свинцовая интоксикация, проявившаяся рядом характерных признаков. Влияние этой интоксикации на сократимость миокарда исследовано путём анализа механической активности изолированных препаратов трабекул и папиллярных мышц правого желудочка в изотоническом и физиологическом режимах нагрузки. Сократительная функция миокарда была также исследована на молекулярном уровне при измерении скорости движения реконструированных тонких филаментов по миозину.

Результаты. Было обнаружено, что свинцовая интоксикация привела в папиллярных мышцах к снижению (по сравнению с мышечными препаратами крыс контрольной группы) максимальных скоростей изотонического укорочения для всех постнагрузок, что согласуется с уменьшением скорости скольжения филаментов при анализе подвижности in vitro. В этом же типе мышц у крыс со свинцовой интоксикацией также обнаружены выраженные изменения большинства основных характеристик постнагрузочных циклов сокращение-расслабление, но в трабекулах эти изменения оказались менее выраженными. Описанные изменения были в той или иной мере ослаблены у крыс, подвергавшихся аналогичной свинцовой экспозиции на фоне приёма Са-содержащего биопротектора. Величина работы, производимой обоими мышечными препаратами во всём диапазоне постнагрузок, при свинцовой интоксикации не изменилась, что свидетельствует об адаптации к осуществлению адекватной механической работы, несмотря на развившиеся нарушения контрактильности.

Заключение. 1. При субхронической свинцовой интоксикации выявлены нарушения сократительной способности миокарда крыс, более выраженные для папиллярных мышц, чем для трабекул, и сопоставимые с ними изменения сократительных белков. 2. На фоне приёма Са-содержащего препарата эти изменения были ослаблены.

1. Inorganic lead. World Health Organization, International Programme on Chemical Safety. Environmental Health Criteria 165. Geneva: WHO; 1995. URL: http://www.inchem.org/documents/ehc/ehc/ehc165.htm (accessed 31 July 2013)

2. Привалова Л.И. Свинец и его соединения. В кн.: Филов В.А., Мусийчук Ю.И., Москвин А.В., Ивин Б.А., ред. Вредные вещества в окружающей среде. Элементы I-IV групп периодической системы и их неорганические соединения. СПб.: Профессионал; 2005: 400-27

3. Navas-Acien A., Guallar E., Silbergeld E.K., Rothenberg S.J. Lead exposure and cardiovascular disease - a systematic review. Environ Health Perspect. 2007; 115: 472-82.

4. Fiorim J., Ribeiro R.F., Silveira E.A., Padilha A.S., Vescovi M.V., de Jesus H.C.et al. Low-level lead exposure increases systolic arterial pressure and endothelium-derived vasodilator factors in rat aortas. PLoS One. 2011; 6 (2): e17117.

5. Safety evaluation of certain food additives and contaminants. Geneva: WHO; 2011. 64 p.

6. Gidlow D.A. Lead toxicity. Occup Med. 2015; 65 (5): 348-56.

7. Yang W.Y., Zhang Z.Y., Thijs L., Cauwenberghs N., Wei F.F., Jacobs L. et al. Left Ventricular Structure and Function in Relation to Environmental Exposure to Lead and Cadmium. J Am Heart Assoc. 2017; 6 (2): e004692.

8. Staessen J.A., Lauwerys R.R., Buchet J.P., Bulpitt C.J., Rondia D., Vanrenterghem Y. et al. Impairment of renal function with increasing blood lead concentrations in the general population. The Cadmibel Study Group. N Engl J Med. 1992; 327: 151-6.

9. Carmignani M., Volpe A.R., Boscolo P., Qiao N., Di Gioacchino M., Grilli. A. et al. Catcholamine and nitric oxide systems as targets of chronic lead exposure in inducing selective functional impairment. Life Sci. 2000; 68: 401-15.

10. Simões M.R., Ribeiro Júnior R.F., Vescovi M.V., de Jesus H.C., Padilha A.S., Stefanon I. et al. Acute lead exposure increases arterial pressure: role of the renin-angiotensin system. PLoS One. 2011; 6: e18730.

11. Vaziri N.D., Norris K. Lipid disorders and their relevance to outcomes in chronic kidney disease. Blood Purif. 2011; 31 (1-3): 189-96.

12. Silveira E.A., Siman F.D., de Oliveira F.T.,Vescovi M.V., Furieri L.B., Lizardo J.H. et al. Low-dose chronic lead exposure increases systolic arterial pressure and vascular reactivity of rat aortas. Free Radic Biol Med. 2014; 67: 366-76.

13. Chao S.H., Suzuki Y., Zysk J.R., Cheung W.Y. Activation of calmodulin by various metal cations as a function of ionic radius. Mol Pharmacol. 1984; 26 (1): 75-82.

14. Chao S.H., Bu C.-H., Cheung W.Y. Activation of troponin C by Cd2+ and Pb2+. Arch Toxicol. 1990; 64: 490-6.

15. Vassallo D.V., Lebarch E.C., Moreira C.M., Wiggers G.A., Stefanon I. Lead reduces tension development and the myosin ATPase activity of the rat right ventricular myocardium. Braz J Med Biol Res. 2008; 41: 789-95.

16. Fioresi M., Furieri L.B., Simões M.R., Ribeiro R.F., Meira E.F., Fernandes A.A. et al. Acute exposure to lead increases myocardial contractility independent of hypertension development. Braz J Med Biol Res. 2013; 46: 178-85.

17. Silva M.A., de Oliveira T.F., Almenara C.C., Broseghini-Filho G.B., Vassallo D.V., Padilha A.S. et al. Exposure to a Low Lead Concentration Impairs Contractile Machinery in Rat Cardiac Muscle. Biol Trace Elem Res. 2015; 167: 280-7.

18. Fioresi M., Simões M.R., Furieri L.B., Broseghini-Filho G.B., Vescovi M.V., Stefanon I. et al. Chronic lead exposure increases blood pressure and myocardial contractility in rats. PLoS One. 2014; 9 (5): e96900.

19. Protsenko Y.L., Katsnelson B.A., Klinova S.V., Lookin O.N., Balakin A.A., Nikitina L.V. et al. Effects of subchronic lead intoxication of rats on the myocardium contractility. Food Chem Toxicol. 2018; 120: 378-89.

20. Кацнельсон Б.А., Проценко Ю.Л., Клинова С.В., Лукин О.Н., Балакин А.А., Никитина Л.В. и соавт. Влияние субхронической свинцовой интоксикации на сократимость миокарда крысы. Токсикологический вестник. 2018; 5 (152): 22-31

21. Hisano R., Cooper G. Correlation of force-length area with oxygen consumption in ferret papillary muscle. Circ Res. 1987; 61: 318-28.

22. Mast F., Elzinga G. Heat released during relaxation equals force length area in isometric contractions of rabbit papillary muscle. Circ Res. 1990; 67: 893-901.

23. Loiselle D.S., Crampin E.J., Niederer S.A., Smith N.P., Barclay C.J. Energetic consequences of mechanical loads. Progr Biophys Mol Biol. 2008; 97: 348-66.

24. Han J-Ch., Taberner A.J., Nielsen P.M.F., Loiselle D.S. Interventricular comparison of the energetics of contraction of trabeculae carneae isolated from the rat heart. J Physiol. 2013; 591 (3): 701-17.

25. Lecarpentier Y.C., Waldenstroem A., CLerque M., Chemla D., Oliviero P., Martin J.L. et al. Major alteration in relaxation during cardiac hypertrophy induced by aortic stenosis in guinea pig. Circ Res. 1987; 61: 107-16.

26. Housmans P.R., Murat I. Compatrative effects of halothane, enflurane and isoflurane at equipotent anesthetic concentrations on isolated ventricular myocardium of the ferret. II. Relaxation. Anesthesiol. 1988; 69: 464-71.

27. Dobrunz L.E., Berman M.R. Effect of temperature on Ca2+-dependent and mechanical modulators of relaxation in mammalian myocardium. J Mol Cell Cardiol. 1994; 26: 243-50.

28. Katsnelson L.B., Markhasin V.S., Khazieva N.S. Mathematical modeling of the effect of the sarcoplasmic reticulum calcium pump function on load dependent myocardial relaxation. Gen Physiol Biophys. 2000; 19 (2): 137-70.

29. Layland J., Young I.S., Altringham J.D. The length dependence of work production in rat papillary muscles in vitro. J Experiment Biol. 1995; 198: 2491-9.

30. Pardee J.D., Spudich J.A. Purification of muscle actin. Meth Enzymol. 1982; 85: 164-79.

31. Potter J.D. Preparation of troponin and its subunits. Meth Enzymol. 1982; 85: 241-63.

32. Matyushenko A.M., Artemova N.V., Shchepkin D.V., Kopylova G.V., Bershitsky S.Y., Tsaturyan A.K. et al. Structural and functional effects of two stabilizing substitutions, D137L and G126R, in the middle part of α-tropomyosin molecule. FEBS J. 2014; 281: 2004-16.

33. Alpert N.R., Brosseau C., Federico A., Krenz M., Robbins J., Warshaw D.M. Molecular mechanics of mouse cardiac myosin isoforms. Am J Physiol Heart Circ Physiol. 2002; 283: 1446-54.

34. Shaffer J.F., Wong P., Bezold K.L., Harris S.P. Functional differences between the N-terminal domains of mouse and human myosin binding protein-C. J Biomed Biotechnol. 2010; 789798: 1-9.

35. Nikitina L.V., Kopylova G.V., Shchepkin D.V., Katsnelson L.B. Study of the interaction between rabbit cardiac contractile and regulatory proteins. An in vitro motility assay. Biochem (Mosc). 2008; 73: 178-84.

36. Laemmli U.K. Cleavage of structural proteins during the assembly of the head of bacteriophage T4. Nature. 1970; 227: 680-5.

37. Mashanov G.I., Molloy J.E. Automatic detection of single fluorophores in livecells. Biophys J. 2007; 92 (6): 2199-211.

38. Malmqvist U.P., Aronshtam A., Lowey S. Cardiac Myosin Isoforms from Different Species Have Unique Enzymatic and Mechanical Properties. Biochemistry. 2004; 43: 15058-65.

39. Cappelli V., Bottinelli R., Poggesi C., Moggio R., Rcggiani C. Shortening Velocity and Myosin and Myofibrillar ATPase Activity Related to Myosin Isoenzyme Composition During Postnatal Development in Rat Myocardium. Circ Res. 1989; 65: 446-57.

40. Katsnelson L.B., Markhasin V.S. Mathematical modeling of relations between the kinetics of free intracellular calcium and mechanical function of myocardium. J Mol Cell Cardiol. 1996; 28 (3): 475-86.