Сравнительная устойчивость полиовирусов, вируса гепатита А и их РНК к воздействию ультрафиолетового облучения

Введение. Представлены результаты экспериментальных исследований по сравнительной оценке воздействия различных доз УФО на выживаемость полиовирусов I типа LSc2ab, фагов MS-2, вирусов гепатита А и их РНК в водопроводной воде.

Материал и методы. В модельные водоёмы с дехлорированной московской водопроводной водой были внесены вирусы полиомиелита I типа штамм LSc2ab (PV), вирусы гепатита А штамм HAS-15 (HAV), фаги MS-2, свободные РНК, изолированные из вирусов гепатита и полиомиелита. Из каждой ёмкости отбирали пробы воды и подвергали ультрафиолетовому облучению (УФО) с длиной волны 254 нм дозами 25; 40; 60; 80 и 100 мДж/см². Титрование PV производили на перевиваемой линии клеток почек обезьян BGM; фаги MS-2 определяли методом агаровых слоёв с использованием детекторной E. coli K12F+Str.; определение РНК PV и HAV проводили на амплификаторе Rotor Gene^TM 6000 в реакции ОТ-ПЦР real-time с использованием соответствующих тест-систем. Экстракцию и выделение РНК из образцов PV и HAV также проводили с использованием комплектов реагентов отечественного и зарубежного производства.

Результаты. Было показано, что УФО в дозах от 25 до 100 мДж/см² оказывало выраженное угнетающее действие на фаги MS-2 и РV, определяемые традиционными методами в соответствии с МУК 4.2.1018-01 и МУК 4.2.2029-05. При дозах УФО 80 и 100 мДж/см² отмечена полная инактивация фагов MS-2 и PV в воде. Одновременно эти же дозы УФО оказывали менее угнетающее действие на РНК PV, HAV, а также на изолированные свободные РНК/Х PV и HAV, которые были более устойчивы и продолжали определяться в ОТ-ПЦР в воде при всех дозах УФО, включая 80 и 100 мДж/см² (табл. 1).

Заключение. В случае обнаружения в обработанной питьевой воде только РНК вирусов и отсутствия других прямых или косвенных показателей вирусного загрязнения невозможно однозначно судить о степени потенциальной эпидемической опасности водного объекта. Это требует разработки надёжных дополнительных тестов, подтверждающих инфекционность вирусов, определяемых только по маркёрам РНК или ДНК.

1. Недачин А.Е., Дмитриева Р.А., Доскина Т.В., Долгин В.А. Показательное значение отдельных индикаторов и маркёров в отношении вирусного загрязнения воды. Гигиена и санитария. 2015; 6: 51-4.

2. Недачин А.Е., Дмитриева Р.А., Доскина Т.В., Долгин В.А. Показатели и маркёры вирусного загрязнения воды. Материалы Пленума Научного совета РФ по экологии человека и гигиены окружающей среды «Комплексное воздействие факторов окружающей среды и образа жизни на здоровье населения: диагностика, коррекция, профилактика» 11-12 декабря 2014 г. М.: 276-8.

3. Farkas K, Varsani A, Marjoshi D, Easingwood R, McGill E5, Pang L. Size exclusion-based purification and PCR-based quantitation of MS2 bacteriophage particles for environmental applications. J Virol Methods. 2014; 213C: 135-8. https://doi.org/10.1016/j.jviromet.2014.11.024

4. Marinho A.N.R., Rocha D.C.C., Kanai Y.K., Alves C.M., Costa D.C., Sousa A.H. et al. Rotavirus analyses by SYBR Green real-time PCR and microbiological contamination in bivalves cultivated in coastal water of Amazonian Brazil. J Water Health. 2018; 16 (6): 970-9. https://doi.org/10.2166/wh.2018.130

5. Income N., Kosoltanapiwat N., Taksinoros S., Leaungwutiwong P., Maneekan P., Chavez I.F. Molecular Identification of Enteroviruses from Cattle and Goat Feces and Environment in Thailand. Appl Environ Microbiol. 2019; 85 (5). PII: e02420-18. https://doi.org/0.1128/AEM.02420-18 Print 2019 Mar 1.

6. Lowther J.A., Henshilwood K., Lees D.N. Determination of norovirus contamination in oysters from two commercial harvesting areas over an extended period, using semiquantitative real-time reverse transcription PCR. J Food Prot. 2008; 71 (7): 1427-33.

7. Karim M.R., Fout G.S., Johnson C.H., White K.M., Parshionikar S.U. Propidium monoazide reverse transcriptase PCR and RT-qPCR for detecting infectious enterovirus and norovirus. J Virol Methods. 2015; 219: 51-61. https://doi.org/10.1016/j.jviromet.2015.02.020

8. Parshionikar S., Laseke I., Fout G.S. Use of Propidium Monoazide in Reverse Transcriptase PCR To Distinguish between Infectious and Noninfectious Enteric Viruses in Water Samples. Appl Environ Microbiol. 2010; 76 (13): 4318-26.

9. Kitajima M, Tohya Y, Matsubara K, Haramoto E, Utagawa E, Katayama H. Chlorine inactivation of human norovirus, murine norovirus and poliovirus in drinking water. Lett Appl Microbiol. 2010; 51 (1): 119-21. https://doi.org/10.1111/j.1472-765X.2010.02869.x Epub 2010 May.

10. Недачин А.Е., Дмитриева Р.А., Доскина Т.В. Влияние химического загрязнения на сооотношение индикаторных микроорганизмов и кишечных вирусов в воде поверхностных водоёмов. Материалы Пленума Научного совета РФ по экологии человека и гигиене окружающей среды, 17-18 декабря 2015 г. М.; 2015: 297-300

11. Sigstam T., Gannon G., Cascella M., Pecson B.M., Wigginton K.R., Kohn T. Subtle Differences in Virus Composition Affect Disinfection Kinetics and Mechanisms. Appl Environ Microbiol. 2013; 79 (11): 3455-67

12. Лаврова Д.В., Недачин А.Е. Изучение возможности использования ПЦР для контроля инфекционных энтеровирусов в пробах воды, прошедшей обработку УФО. II международная научно-практическая конференция «Экология и научно-технический прогресс». Пермь; 2003: 128-9

13. Cho K., Li S., Park S., Kim J., Choy Y., Kim M.S. et al. Use of coliphages for the study of contamination by noroviruses in the area of cultivation of mollusks in the Republic of Korea. Environ Sci Pollut Res Int. 2018; 25 (30): 30044-55. https://doi.org/10.1007/s11356-018-2857-6 Epub 2018.

14. Akihiko Hata, Seiya Hanamoto, Yuya Shirasaka, Naoyuki Yamashita, Hiroaki Tanaka. Quantitative Distribution of Infectious F-Specific RNA Phage Genotypes in Surface Waters. Environ Microbiol. https://doi.org/10.1128/AEM.00621-16